Caracterização dos Constituintes Poliméricos da Maytenus ilicifolia por Relaxação Nuclear de 1H por RMN no Estado Sólido
Characterization of Maytenus ilicifolia Samples by 1H NMR Relaxation in the Solid State
Preto, Mônica S. de M.; Tavares, Maria I. B.; Sebastião, Pedro J. O.
http://dx.doi.org/10.1590/S0104-14282011005000073
Polímeros: Ciência e Tecnologia, vol.21, n5, p.416-420, 2011
Resumo
A Maytenus ilicifolia, conhecida como espinheira-santa, é uma planta popular de uso diverso, como chá é empregada no combate a problemas de doenças gástricas e da diabetes, por exemplo. As plantas possuem em sua constituição polímeros naturais como polissacarídeos, politerpenoides, celulose e fibras. O estudo dos constituintes poliméricos nesse tipo de material tem importância fundamental tanto na identificação, ou seja, qualificação quanto na adulteração da planta. É sabido que podem ser encontrados diversos produtos rotulados como sendo originário da mesma planta, entretanto, muitas das vezes a origem da planta é similar, mas não a mesma, o que pode gerar algum desconforto ou não atividade biológica dos chás quando da ingestão destes. Na literatura não são encontrados muitos trabalhos que envolvam a caracterização comparativa dos constituintes poliméricos, como polissacarídeos e fibras presentes em amostras de origens distintas, para comprovação de adulteração destes produtos. Uma técnica que pode ser promissora para este tipo de estudo é a Ressonância Magnética Nuclear (RMN) em estado sólido, já que permite analisar a amostra in natura não sendo um método destrutivo ou invasivo. Esta espectroscopia analisa amostras em campos magnéticos de diferentes potências ou forças. Neste trabalho é apresentado um estudo de caracterização dos constituintes poliméricos majoritários presentes na M. ilicifolia. Três amostras foram estudadas: uma amostra denominada controle e duas comerciais. O estudo envolveu a determinação dos tempos de relaxação spin-rede (T1) do 1H utilizando a técnica de campo cíclico rápido (FFC), numa gama de frequências que variou de 100 kHz a 10 MHz. Assim, o principal objetivo deste trabalho foi estudar a possibilidade de utilização da RMN de baixo campo magnético na elaboração de um método expedito de análise que permita realizar a caracterização estrutural, verificação de autenticidade e/ou avaliação de eventual adulteração nesse tipo de amostra. Pelos resultados obtidos foi possível diferenciar as duas amostras comerciais por comparação com a amostra controle.
Palavras-chave
Espinheira-santa, RMN, relaxometria, fast field cycling
Abstract
The Maytenus ilicifolia (espinheira-santa) is a popular medicinal plant with different uses. It is native of South America and can be found in Brazil. In the Brazilian market it is possible found products labeled as M. ilicifolia. So far, the studies published in the literature involve the modification of the natural materials and do not concern the comparison between commercial the raw natural materials. Different non-destructive NMR techniques can be used to study natural materials. In this work it is presented a characterization study by Fast Field Cycling of the 1H spin-lattice relaxation time (T1) NMR, in the frequency range 100 kHz-10 MHz. The results obtained in two commercial M. ilicifolia samples and one control sample collected in natura are compared. It was intended to study the possibility to elaborate a characterization method using FFCNMR suitable for the verification of authenticity and/or evaluation of tampering on products. The differences detected by FFCNMR relaxometry were confirmed by thermogravimetric analysis and infrared spectroscopy
Keywords
Characterization, NMR, polysaccharides
References
1. Assifaoui, A.; Champion, D.; Chiotelli, E. & Verel, A. - Carbohydr.
Polym., 64, p.197 (2006). http://dx.doi.org/10.1016/j.carbpol.2005.11.020
2. Camparoto, M. L.; Teixeira, R. O.; Mantovani, M. S. & Vicentini, V. E. P. - Genet. Mol. Biol., 25, p.85 (2002).
3. Jorge, R. M.; Leite, J. P. V.; Oliveira, A. B. & Tagliati, C. A. - J. Ethnopharmacol., 94, p.93 (2004). http://dx.doi.org/10.1016/j. jep.2004.04.019
4. Gonzalez, F. G.; Portela, T. Y.; Stipp, E. J. & Di Stasi, L. C. - J. Ethnopharmacol., 77, p.41 (2001). http://dx.doi.org/10.1016/S0378- 8741(01)00268-9
5. Born, G. C. C. - “Plantas medicinais da Mata Atlântica (Vale do Ribeira-SP): extrativismo e sustentabilidade”, Tese de Doutorado, Universidade de São Paulo, São Paulo (2000).
6. Cipriani, T. R.; Mellinger, C. G.; Souza, L. M.; Baggio, C. H.; Freitas, C. S.; Marques, M. C. A.; Gorin, P. A. J.; Sassaki, G. L. & Lacomini, M. - Carbohydr. Polym., 74, p.274 (2008). http://dx.doi.org/10.1016/j. carbpol.2008.02.012
7. Cipriani, T. R.; Mellinger, C. G.; Souza, L. M.; Baggio, C. H.; Freitas, C. S.; Marques, M. C. A.; Gorin, P. A. J.; Sassaki, G. L. & Iacomin, M. - Carbohydr. Polym., 78, p.361 (2009). http://dx.doi.org/10.1016/j. carbpol.2009.03.026
8. Cipriani, T. R.; Mellinger, C. G.; Souza, L. M.; Baggio, C. H.; Freitas, C. S.; Marques, M. C. A.; Gorin, P. A. J.; Sassaki, G. L. & Iacomini, M. - J. Nat. Prod., 69, p.1018 (2006). http://dx.doi.org/10.1021/np060045z
9. Silva N. M.; Tavares M. I. B. & Stejskal E. O. - Macromolecules, 33, p.115 (2000). http://dx.doi.org/10.1021/ma980798v
10. Nascimento A. M. R. & Tavares M. I. B. - int. J. Polym. Mater., 56, p.115 (2007). http://dx.doi.org/10.1080/00914030600735213
11. Charlton, A. J.; Farrington, W. H. H. & Brereton, P. - J. Agric. Food Chem., 50, p.3098 (2002). http://dx.doi.org/10.1021/jf011539z
12. Rohman, A. & Che Man, Y. B. - Food Res. Int., 43, p.886 (2010). http:// dx.doi.org/10.1016/j.foodres.2009.12.006
13. Tavares M. I. B.; Bathista A.L. B. S, Silva E. O.; Filho N. P. & Nogueira J. S. - Carbohydr. Polym., 53, p.213 (2003). http://dx.doi.org/10.1016/ S0144-8617(03)00049-3
14. Resende, D K; Dornelas, C B; Tavares, M. I. B. - Polímeros, 20, p.231 (2010). http://dx.doi.org/10.1590/S0104-14282010005000031
15. Reid, L. M.; O´Donnell, C. P. & Downey, G. - Trends Food Sci. Technol., 17, p.344 (2006). http://dx.doi.org/10.1016/j.tifs.2006.01.006
16. Noteborn, H. P. J. M.; Lommen, A.; Van Der Jagt, R. C. & Weseman, J. M. - J. Biotechnol., 77, p.103 (2000). http://dx.doi.org/10.1016/S0168- 1656(99)00210-2
17. Lommen, A.; Weseman, J. M.; Smith, G. O. & Noteborn, H. P. J. M. - Biodegradation, 9, p.513 (1998). http://dx.doi. org/10.1023/A:1008398321079
18. Sacchi, R.; Mannina, L.; Fiordiponti, P.; Barone, P.; Paolillo, L.; Patumi, M. & Segre, A. - J. Agric. Food Chem., 46, p.3947 (1998). http://dx.doi.org/10.1021/jf970666l
19. Zamora, R.; Gomez, G. & Hidalgo, F. J. - J. Am. Oil Chem. Soc., 79, p.267 (2002). http://dx.doi.org/10.1007/s11746-002-0472-z
20. Mannina, L.; Cristinzio, M.; Ragni, P.; Sobolev, A. P. & Segre, A. - J. Agric. Food chem., 52, p.7988 (2004). http://dx.doi.org/10.1021/jf048917v
21. Straadt, I. K.; Rasmussen, M.; Andersen, H. J. & Bertram, H C. - Meat Sciec., 75, p.687 (2007). http://dx.doi.org/10.1016/j.meatsci.2006.09.019
22. Granizo, D. P.; Reuhs, B. L.; Stroshine, R. & Mauer, L. J. - LWT, 40, p.36 (2007).
23. Conte, P. - “Tridimensional molecular assembly of the major components of extra-virgin olive oils”, in: Proceedings of the 6º FFC NMR Relaxometry, Turino (2009).
24. Anoardo, E.; Galli, G. & Ferrante, G. - Appl. Magn. Reson., 20, p.365 (2001). http://dx.doi.org/10.1007/BF03162287
25. Kimmich, R. & Anoardo, E. - Prog. Nucl. Magn. Reson. Spectrosc., 44, p.257 (2004). http://dx.doi.org/10.1016/j.pnmrs.2004.03.002
26. Preto, M.; Tavares, M. I. B. & Silva, E. P. - Polym. Test., 26, p.501 (2007). http://dx.doi.org/10.1016/j.polymertesting.2007.01.009
27. Tavares, M. I. B.; Nogueira, R. F.; San Gil, R. A. S.; Preto, M.; Silva, E. O.; Rocha, M. B. & Miguez, E. - Polym. Test., 26, p.1100 (2007). http://dx.doi.org/10.1016/0142-9418(94)00017-9
28. Pedroza, O. J. O.; Tavares, M. I. B. & Preto, M. - Polym. Test., 25, p.246 (2006). http://dx.doi.org/10.1016/j.polymertesting.2005.10.003
29. Zhang, Q.; Matsukawa, S. & Watanabe, T. - Food Hydrocoll., 18, p.441 (2004). http://dx.doi.org/10.1016/j.foodhyd.2003.08.002
30. Tavares M. I. B. & Monteiro E. E. C. - Polym. Test., 14, p.273 (1995). http://dx.doi.org/10.1016/0142-9418(94)00017-9
31. Sousa, D. M.; Marque, G. D.; Cascais, J. M. & Sebastião, P. J. Desktop Fast Field Cycling Nuclear Magnetic Resonance Spectrometer. Solid State NMR. (2010). In press.
2. Camparoto, M. L.; Teixeira, R. O.; Mantovani, M. S. & Vicentini, V. E. P. - Genet. Mol. Biol., 25, p.85 (2002).
3. Jorge, R. M.; Leite, J. P. V.; Oliveira, A. B. & Tagliati, C. A. - J. Ethnopharmacol., 94, p.93 (2004). http://dx.doi.org/10.1016/j. jep.2004.04.019
4. Gonzalez, F. G.; Portela, T. Y.; Stipp, E. J. & Di Stasi, L. C. - J. Ethnopharmacol., 77, p.41 (2001). http://dx.doi.org/10.1016/S0378- 8741(01)00268-9
5. Born, G. C. C. - “Plantas medicinais da Mata Atlântica (Vale do Ribeira-SP): extrativismo e sustentabilidade”, Tese de Doutorado, Universidade de São Paulo, São Paulo (2000).
6. Cipriani, T. R.; Mellinger, C. G.; Souza, L. M.; Baggio, C. H.; Freitas, C. S.; Marques, M. C. A.; Gorin, P. A. J.; Sassaki, G. L. & Lacomini, M. - Carbohydr. Polym., 74, p.274 (2008). http://dx.doi.org/10.1016/j. carbpol.2008.02.012
7. Cipriani, T. R.; Mellinger, C. G.; Souza, L. M.; Baggio, C. H.; Freitas, C. S.; Marques, M. C. A.; Gorin, P. A. J.; Sassaki, G. L. & Iacomin, M. - Carbohydr. Polym., 78, p.361 (2009). http://dx.doi.org/10.1016/j. carbpol.2009.03.026
8. Cipriani, T. R.; Mellinger, C. G.; Souza, L. M.; Baggio, C. H.; Freitas, C. S.; Marques, M. C. A.; Gorin, P. A. J.; Sassaki, G. L. & Iacomini, M. - J. Nat. Prod., 69, p.1018 (2006). http://dx.doi.org/10.1021/np060045z
9. Silva N. M.; Tavares M. I. B. & Stejskal E. O. - Macromolecules, 33, p.115 (2000). http://dx.doi.org/10.1021/ma980798v
10. Nascimento A. M. R. & Tavares M. I. B. - int. J. Polym. Mater., 56, p.115 (2007). http://dx.doi.org/10.1080/00914030600735213
11. Charlton, A. J.; Farrington, W. H. H. & Brereton, P. - J. Agric. Food Chem., 50, p.3098 (2002). http://dx.doi.org/10.1021/jf011539z
12. Rohman, A. & Che Man, Y. B. - Food Res. Int., 43, p.886 (2010). http:// dx.doi.org/10.1016/j.foodres.2009.12.006
13. Tavares M. I. B.; Bathista A.L. B. S, Silva E. O.; Filho N. P. & Nogueira J. S. - Carbohydr. Polym., 53, p.213 (2003). http://dx.doi.org/10.1016/ S0144-8617(03)00049-3
14. Resende, D K; Dornelas, C B; Tavares, M. I. B. - Polímeros, 20, p.231 (2010). http://dx.doi.org/10.1590/S0104-14282010005000031
15. Reid, L. M.; O´Donnell, C. P. & Downey, G. - Trends Food Sci. Technol., 17, p.344 (2006). http://dx.doi.org/10.1016/j.tifs.2006.01.006
16. Noteborn, H. P. J. M.; Lommen, A.; Van Der Jagt, R. C. & Weseman, J. M. - J. Biotechnol., 77, p.103 (2000). http://dx.doi.org/10.1016/S0168- 1656(99)00210-2
17. Lommen, A.; Weseman, J. M.; Smith, G. O. & Noteborn, H. P. J. M. - Biodegradation, 9, p.513 (1998). http://dx.doi. org/10.1023/A:1008398321079
18. Sacchi, R.; Mannina, L.; Fiordiponti, P.; Barone, P.; Paolillo, L.; Patumi, M. & Segre, A. - J. Agric. Food Chem., 46, p.3947 (1998). http://dx.doi.org/10.1021/jf970666l
19. Zamora, R.; Gomez, G. & Hidalgo, F. J. - J. Am. Oil Chem. Soc., 79, p.267 (2002). http://dx.doi.org/10.1007/s11746-002-0472-z
20. Mannina, L.; Cristinzio, M.; Ragni, P.; Sobolev, A. P. & Segre, A. - J. Agric. Food chem., 52, p.7988 (2004). http://dx.doi.org/10.1021/jf048917v
21. Straadt, I. K.; Rasmussen, M.; Andersen, H. J. & Bertram, H C. - Meat Sciec., 75, p.687 (2007). http://dx.doi.org/10.1016/j.meatsci.2006.09.019
22. Granizo, D. P.; Reuhs, B. L.; Stroshine, R. & Mauer, L. J. - LWT, 40, p.36 (2007).
23. Conte, P. - “Tridimensional molecular assembly of the major components of extra-virgin olive oils”, in: Proceedings of the 6º FFC NMR Relaxometry, Turino (2009).
24. Anoardo, E.; Galli, G. & Ferrante, G. - Appl. Magn. Reson., 20, p.365 (2001). http://dx.doi.org/10.1007/BF03162287
25. Kimmich, R. & Anoardo, E. - Prog. Nucl. Magn. Reson. Spectrosc., 44, p.257 (2004). http://dx.doi.org/10.1016/j.pnmrs.2004.03.002
26. Preto, M.; Tavares, M. I. B. & Silva, E. P. - Polym. Test., 26, p.501 (2007). http://dx.doi.org/10.1016/j.polymertesting.2007.01.009
27. Tavares, M. I. B.; Nogueira, R. F.; San Gil, R. A. S.; Preto, M.; Silva, E. O.; Rocha, M. B. & Miguez, E. - Polym. Test., 26, p.1100 (2007). http://dx.doi.org/10.1016/0142-9418(94)00017-9
28. Pedroza, O. J. O.; Tavares, M. I. B. & Preto, M. - Polym. Test., 25, p.246 (2006). http://dx.doi.org/10.1016/j.polymertesting.2005.10.003
29. Zhang, Q.; Matsukawa, S. & Watanabe, T. - Food Hydrocoll., 18, p.441 (2004). http://dx.doi.org/10.1016/j.foodhyd.2003.08.002
30. Tavares M. I. B. & Monteiro E. E. C. - Polym. Test., 14, p.273 (1995). http://dx.doi.org/10.1016/0142-9418(94)00017-9
31. Sousa, D. M.; Marque, G. D.; Cascais, J. M. & Sebastião, P. J. Desktop Fast Field Cycling Nuclear Magnetic Resonance Spectrometer. Solid State NMR. (2010). In press.
Facebook
Google+
Twitter
LinkedIn
Mendeley
StumbleUpon
CiteULike
Reddit
Email